Aktivitätseinflüsse auf terpen- bzw. aromafreisetzende β Glucosidasen für die Winzertechnik
FSMI 2013
Vortrag von M. J. Ferner, 19.02.2013
Ferner, M. J.1, Raddatz, H.2, Fritsche, J.11 HAW Hamburg, Fakultät Life Sciences, Food Science, Lohbrügger Kirchstraße 65, 21033 Hamburg
2 Hochschule Trier, Fachrichtung Lebensmitteltechnik, Schneidershof, 54293 Trier,
Die sensorische Wahrnehmung von Wein ist äußerst komplex und wird durch eine Vielzahl von geschmacks- und geruchsaktiven Verbindungen, wie Terpenen, Ester, Methoxypyrazine und Aldehyden, geprägt [1]. Dabei kommt den terpenoiden Verbindungen beim Weinaroma eine zentrale Rolle zu. Diese können sowohl frei als auch glykosidisch gebunden in der Traube bzw. im Wein vorkommen, wobei die glykosidisch gebundenen häufiger als die freien Monoterpene vorkommen [2]. Dabei haben die glykosidisch gebundenen Monoterpene keinen direkten Einfluss auf das Aroma der Trauben bzw. Weine, allerdings sind diese Präkursoren einiger Aromen und können daher durch gezielte Freisetzung das sortentypische Aroma eines Weines verstärken können [4].
Im Weinbau werden Enzyme u. a. zur Mostklärung, zur Farbstoff- und Saftextraktion, zur Stabilisierung von Polyphenolen sowie zur Freisetzung von Aromen eingesetzt. I. d. R. handelt es sich um Enzyme mit hydrolytischer Aktivität. Für eine gewisse Aromabalance, wird das Enzymgemisch nach einiger Zeit durch eine Bentonitschönung inaktiviert bzw. ausgefällt und geht damit verloren. Neben dem Verlust an aktivem Enzym ist hierbei nachteilig, dass bei jedem neuen Gärungsansatz neues Enzympräparat eingesetzt werden muss und dass auch eine Restenzymaktivität im Wein erhalten bleibt. Letzteres führt dazu, dass derart behandelte Weine sensorisch nach einem halben bis einem Jahr stark abbauen.
Besonders pektolytische Enzym-Präparate mit einer β-Glucosidase-Nebenaktivität, sogenannte „Aromaenzyme“ sind interessant und können helfen, das Rebsorten-typische Wein-Aroma auszubilden [4]. Im Rahmen des Projektes MAGNENZ sollen β-Glucosidasen und weitere glykosidhydrolytisch wirksame Enzyme über Eisenoxidpartikel immobilisiert und ihre Wirksamkeit während der alkoholischen Gärung ermittelt werden. In einem ersten Schritt werden einige Enzym-Präparate charakterisiert, um eine mögliche Verwendung im Wein abschätzen zu können.
Zur Aktivitätsbestimmung der eingesetzten Enzyme hat sich die Verwendung von p Nitrophenyl-β-D-Glucopyranosid (pNPG) als Substrat als effiziente und geeignete Methode herausgestellt. Eingesetzt wurden folgende Enzympräparate: zwei önologische Präparate Lallzym β (pektolytische Hauptaktivität mit β Glucosidase-, Arabinosidase- und Rhamnosidase-Nebenaktivität) und AR 2000 (pektolytische Hauptaktivität mit β Glucosidase-Nebenaktivität), sowie eine Cellulase (Säure-Cellulase mit Xylanase, Pectinase, Mannanase, Xyloglucanase, Laminarase, β-Glucosidase, β-Xylosidase, α-L-Arabinofuranosidase, Amylase und Protease Aktivität) und eine β-Glucosidase aus Mandeln.
Es ergab sich, dass die Herkunft der β-Glucosidase von entscheidender Bedeutung für die Aktivität unter Weinbedingungen ist [5]. Die Ergebnisse zeigen, dass die getesteten önologischen Enzympräparate Lallzym β und AR 2000 auch bei niedrigen pH-Wert noch akzeptable Aktivitäten besitzen. Beide Präparate werden aus dem Schimmelpilz Aspergillus niger gewonnen. Die Cellulase hingegen wird aus Trichoderma longibrachiatum gewonnen und zeigt unter Weinbedingungen niedrigere Aktivitätswerte im Vergleich zu den Handelspräparaten Lallzym β und AR 2000. Bei der β Glucosidase aus Mandeln ist unter diesen Bedingungen keine nennenswerte Aktivität mehr festzustellen. Daher eignen sich für einen Einsatz im Wein am besten die zwei Präparate AR 2000 und Lallzym β. Die ausgewählte Cellulase erwies sich als nur bedingt anwendbar und β-Glucosidase aus Mandeln sogar als ungeeignet. Die Erkenntnisse stehen im Einklang mit Literaturdaten [5, 6, 7].
Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass es sinnvoll ist das entsprechende Enzympräparat erst nach dem Gipfelpunkt zum Ende der Gärung zuzusetzen bzw. nicht gleich zu Beginn.
Literatur
[1] Styger G et al., J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2011, 38 (9), 1145–1159
[2] Günata Y Z et al., J. Chromatogr. A 1985, 331, 83-90
[3] Mateo J J & Jiménez M, J. Chromatogr. A 2000, 881, 557-567
[4] Rapp A, Chemie in unserer Zeit 1992, 26, 273-284
[5] Palmeri R & Spagna G, Enzyme and Microbial Technology 2007, 40, 382-389
[6] Caldini C et al., Enzyme and Microbial. Technolog. 1994, 16, 286-291
[7] Murray P et al., Protein Expression and Purification 2004, 38, 248-257
