Methodenentwicklung zu Bestandsdifferenzierung von Seelachs

FSMI 2013

Vortrag von K. Behrmann, 19.02.2013

K. Behrmann1,2, A. Fritsch2,3, H. Rehbein2, M. Fischer1

1 HAMBURG SCHOOL OF FOOD SCIENCE – www.hsfs.org
2 MAX RUBNER-INSTITUT, Bundesforschungsinstitut für Ernährung und Lebensmittel –
Institut für Sicherheit und Qualität bei Milch und Fisch, Hamburg
3 HOCHSCHULE FÜR ANGEWANDTE WISSENSCHAFTEN HAMBURG, Fakultät Life Science

Der Schutz von Fischbeständen rückt im Zuge eines stärkeren Bewusstseins der Bevölkerung für den Schutz natürlicher Ressourcen immer mehr in den Fokus. Bei der Mehrzahl der im Handel vertriebenen Fischereierzeugnissen werden die gesetzlich vorgeschriebenen Angaben durch genauere Angaben zum Fanggebiet ergänzt. Bei Seelachs werden unter anderem die Fangregionen Nordsee, Norwegische See, Färöer und Island unterschieden. Die Bewertung in den Fischführern von NGOs wie Greenpeace und WWF erfolgt inzwischen stets nach Meeresregionen getrennt. Nachhaltige Fischereien können sich durch den MSC zertifizieren lassen. Die Zertifizierung erfolgt bezogen auf einzelne Unternehmen für je ein bestimmtes Gebiet und ist hinsichtlich der Anforderungen an die Rückverfolgbarkeit einer Bio-Zertifizierung nicht unähnlich. Bei einigen Herstellern werden auf der Verpackung Nummern- oder QR-Codes angegeben, die netzbasiert eine genaue Fangposition zum jeweiligen Produkt angeben (Bundesverband der deutschen Fischindustrie und des Fischgroßhandels e.V. (2012), MSC). Als etikettierte Angaben unterliegen diese der lebensmittelrechtlichen Nachprüfung.
Eine Überprüfung dieser Angaben beschränkt sich bisher auf die Dokumentenprüfung. Mit der zu Hilfenahme populationsgenetischer Informationen, wäre auch eine Überprüfung dieser Angaben anhand biologischer Informationen möglich und damit ein echter Bezug zwischen der Ware und ihrer Herkunft.
Obwohl der Seelachs zu den 10 beliebtesten Speisefischen gehört und mit einem
Anlandevolumen von etwa 400.000t in der EU erhebliche Bedeutung hat, ist über die
Populationen wenig bekannt. Die Unterteilung erfolgt mehr oder weniger anhand politischer Grenzen. Die verfügbaren Informationen stammen aus Markierungsstudien der letzten 50 Jahre. Arbeiten zur genetischen Differenzierung wurden bisher nicht veröffentlicht. (Reinsch, H.-H. (1976), Homrum, E. i (2012), Reiss, H. (2009))
Es wurden von uns verschiedene Verfahren zur Unterscheidung von Seelachsen aus
verschiedenen Beständen getestet. Hierbei handelt es sich naturgemäß um statistische
Daten, da die Trennung der Bestände nicht vollständig ist. Dies führt in der Regel dazu, dass große Probenzahlen und mehrere Marker nötig sind um eine Differenzierung vornehmen zu können.
In der Regel werden Abschnitte nicht kodierender DNA verwendet, da diese sich schneller verändern als die kodierenden Abschnitte.
Als Verfahren wurden getestet:

  1. Mikrosatelliten-PCR (MSat, auch „Short Tandem Repeats“ SSR genannt)
    MSat sind Abschnitte in denen sich kurze Sequenzen (2-6 bp) sehr oft wiederholen.
    Hierbei kommt es leicht zu Kopierfehlern um genau ein Motiv. Getestet wurde die
    Übertragung von Mikrosatellitensystemen verwandter Spezies, da für den Seelachs
    Bestandsdifferenzierung von Seelachs Seite 2 von 2
    Stand: 17.12.2012 Behrmann 20121227 Abstract für GdCh-Regio.doc
    keine funktionsfähigen MSat-Systeme beschrieben wurden.
    (Chistiakov, A.D. et al. (2006), Reiss, H. (2009))
  2. RAPD-PCR (Random Amplified Polymorphic DNA)
    Eine Fingerprinting-Methode bei der mit sehr kurzen Primern (10bp) unspezifische
    Muster erzeugt werden, die sich dann statistisch auswerten lassen.
    (Ali, B.A. et al. (2004), Bardakci, F. et al. (1994))
  3. EPIC-PCR (Exon Primed Intron Crossing) Die Primer binden auf Exons bekannter proteinkodierender Kerngene, was eine Anwendung der Primer auf eine Vielzahl von Spezies erlaubt. Die Introns sind weniger gut konserviert, die darin auftretenden Abweichungen werden für diese Analysen genutzt. Dabei wurden die Intronsequenzen durch Sequenzierung und RFLP untersucht. Die neu entwickelte Methode der SLCP (Loop-SSCP) fand ebenfalls Anwendung, da hiermit auch geringfügige Veränderungen innerhalb eines Introns ohne technischen Aufwand leicht unterschieden werden können. (Lessa, E.P. (1992), Atarhouch, T. et al. (2003), Fritsch, A. (2012), Zhou, H. et al. (2011))

Die verschiedenen Verfahren zur Herkunftsbestimmung werden vorgestellt und hinsichtlich ihrer Leistungsfähigkeit miteinander verglichen.

Literatur

Ali, B.A. et al. (2004). A review of random amplified polymorphic DNA (RAPD) markers in fish Research. Reviews in Fish Biology and Fisheries 14, 443–453
Atarhouch, T. et al. (2003). Primers for EPIC amplification of intron sequences for fish and other vertebrate population genetic studies. Bio. Techniques. 35, 676-682.
Bardakci, F. et al. (1994). Application of the RAPD technique in tilapia fish: species and
subspecies identification. Heredity 73 117—123
Bundesverband der deutschen Fischindustrie und des Fischgroßhandels e.V.
www.fischverband.de/fanggebietskennzeichnung/initiative/, Stand 17.12.2012
Chistiakov, A.D. et al. (2006). Microsatellites and their genomic distribution, evolution,
function and applications: A review with special reference to fish genetics. Aquaculture 255, 1-29.
Fritsch, A. (2012). Differenzierung von Seelachsbeständen mit Hilfe der EPIC-PCR
Master Thesis, Masterstudiengang Food Science, HAW Hamburg
Homrum, E. i (2012). The Effects of Climate and Ocean Currents on Faroe Saithe. Ph.D.-
Thesis, Natturuvisindadeildin, Frodskaparsetur Føroya
Lessa, E.P. (1992). Rapid Surveying of DNS Sequence Variation in Natural Populations. Mol. Biol. Evol. 9 (2), 323-330.
MSC, http://www.msc.org/de, Stand: 17.12.2012
Ogden, R. (2008) Fisheries forensics: the use of DNA tools for improving compliance,
traceability and enforcement in the fishing industry. Fish and Fisheries 9, 462–472.
Reinsch, H.-H. (1976). Köhler und Steinköhler. A. Ziemsen Verlag, Wittenberg Lutherstadt.
Reiss, H. (2009). Genetic population structure of marine fish: mismatch between biological and fisheries management units. Fish and Fisheries 10. 361-395.
Zhou, H. et al. (2011). Detection of sequence variation and genotyping of polymorphic genes using polymerase chain reaction stem–loop conformational polymorphism analysis. Analytical Biochemistry 408, 340–341.